Роль молекулярно-генетических методов исследования в диагностике синдрома МакКьюна—Олбрайта—Брайцева

Синдром МакКьюна—Олбрайта—Брайцева (OMIM 174800) — редкое мультикомпонентное генетическое заболевание. Оно названо в честь врачей, впервые описавших его компоненты: в 1937 г. F. Albright и соавт. [1] и D. McCune и соавт. [2] описали пациентов с пятнами цвета «кофе с молоком», деформациями костей и периферическим преждевременным половым развитием. За 10 лет до этого русским хирургом Брайцевым было впервые дано подробное описание фиброзной дисплазии [3], в связи с чем в русской транскрипции заболевание носит и его фамилию. В дальнейшем было установлено, что при синдроме МОБ эндокринная патология не ограничивается гиперфункцией гонад, а может быть представлена широким спектром проявлений, включая гиперкортицизм, гиперсекрецию СТГ, тиреотоксикоз и гипофосфатемический рахит. Соматический характер мутаций предполагался на основании спорадического характера заболевания и мозаицизма клинических проявлений, таких как распределение пятен цвета «кофе с молоком» по линиям Блашко, отражающее наличие двух клеточных популяций — с мутацией и без таковой [4]. Открытие функций G-белка и генов, кодирующих его субъединицы, позволило выявить причину заболевания: активирующие мутации в гене GNAS (OMIM 139320) обусловливают конститутивную активность стимулирующей субъединицы G-белка (Gas), что проявляется автономной гиперфункцией органов и ведет к развитию мультикомплексного заболевания.

Учитывая соматический характер мутаций, детекция их стандартной методикой полимеразной цепной реакции (ПЦР) с последующим секвенированием по Сэнгеру возможна в пораженных тканях, с высоким содержанием мутантных аллелей, тогда как эффективность этой методики при исследовании образцов ДНК периферической крови крайне мала [5]. В большинстве случаев классическая триада клинических признаков не оставляет сомнений в диагнозе, но при стертых формах, когда наличие синдрома МОБ сомнительно, эффективные методы детекции соматических мутаций GNAS могли бы значительно упростить дифференциальную диагностику. Метод высокопроизводительного параллельного секвенирования (NGS), позволяющий анализировать последовательность ДНК в образцах с малым ее количеством, активно используется при детекции соматических мутаций [6, 7]. Метод ПЦР в режиме реального времени с использованием технологии детекции соматических мутаций TaqMan (competitive allele-specific TaqMan PCR) также оказался успешным при исследовании соматических мутаций по образцам с низким содержанием мутантных аллелей [8, 9]. Исходя из этого, представлялось возможным использование данных методов для поиска соматических мутаций в образцах ДНК периферической крови и пациентов с синдромом МОБ или с подозрением на него. Учитывая данные о сравнительной частоте встречаемости соматических мутаций в 8 экзоне R201Н и R201C и 9 экзоне Q227L гена GNAS, молекулярно-генетическое исследование было сосредоточено на детекции мутаций в «горячей точке» R201 этого гена [10, 13].

Цель исследования — разработка эффективных молекулярно-генетических методов верификации диагноза синдром МОБ.

Материал и методы

Проспективное одномоментное исследование включало следующие этапы: набор образцов периферической крови пациентов с синдромом МОБ и пациентов с подозрением на этот синдром; подготовку образцов к исследованию (выделение ДНК из лейкоцитов периферической крови пациентов); проведение эксперимента — детекция соматических мутаций R201C и R201H в гене GNAS по ДНК, полученной из периферической крови методами высокопроизводительного параллельного секвенирования (Next generation sequencing — NGS) и ПЦР в режиме реального времени с использованием технологии детекции соматических мутаций TaqMan (competitive allele-specific TaqMan PCR, CAST- PCR); анализ полученных результатов и оценку эффективности примененных методов исследования.

Критерием включения в группу пациентов с синдромом МОБ являлось наличие двух из трех классических признаков этого синдрома: пятна цвета «кофе с молоком» географической формы, эндокринная гиперфункция, фиброзная дисплазия. Критерии исключения: отсутствие согласия со стороны пациентов и/или родителей/официальных представителей, несоответствие качества полученных образцов ДНК необходимым для выполнения эксперимента требованиям. В группу пациентов с подозрением на синдром МОБ были включены пациенты с одним его классическим признаком — девочки с эпизодами влагалищных кровотечений и пациенты с фиброзной дисплазией в отсутствие других проявлений. Критерий исключения из данной группы: центральное преждевременное половое развитие (ППР).

Эксперимент выполнен в лаборатории молекулярно-генетических исследований, оснащенной необходимым оборудованием и условиями для выполнения следующих этапов: выделение ДНК из образцов периферической крови, определение концентрации ДНК, хранение образцов крови и ДНК, проведение ПЦР, секвенирования, компьютерной обработки и анализа данных.

Образцы для исследования получали методом венепункции с забором проб крови в пробирки с ЭДТА.

В качестве конечных точек исследования оценивали наличие/отсутствие мутантных аллелей в образцах периферической крови пациентов с синдромом МОБ, исследованных с помощью вышеописанных методик.

Выделение ДНК. Выделение ДНК из образцов периферической крови выполнено набором PureLink Genomic DNA Mini Kit (Life Technologies K1820). Оценка концентрации ДНК в полученных образцах проводилась с помощью флуориметра Qubit 3.0 («Life Technologies», США) и спектрофотометра с регистрацией отношения поглощения при длинах волн 260 и 280 нм. Образец считался чистым, если отношение значений 260/280 нм превышало 1,7.

Высокопроизводительное параллельное секвенирование (Next generation sequencing — NGS) выполнено на платформе PGM (Personal Genome Machine) Ion Torrent («Life Technologies», США). После выделения геномной ДНК проводилась подготовка ДНК-библиотек. Методом ПЦР выполнялась амплификация геномной ДНК, охватывающей исследуемую последовательность локуса GNAS (chr20:57484398-57484647; hg19), включая нуклеотиды от 598 to 711 (начиная со стартового ATG кодона). Далее ПЦР-продукты ограничивали (фланкировали) двумя адаптерами, один из которых предназначался для гибридизации на микросферах, другой был комплементарен секвенирующему праймеру. Полученные фрагменты библиотек амплифицировались на микросферах методом эмульсионной ПЦР, что позволяло получать клоны единичных фрагментов ДНК на каждой микросфере. Затем микросферы погружались в лунки полупроводникового микрочипа, где расшифровывалась последовательность ДНК (секвенирование). Анализ результатов проводился с помощью программ Torrent Suite (Ion Torrent). Для определения мутаций R201C и R201H анализировали глубину прочтений нормальных и мутантных нуклеотидов в положениях chr20:57484420 и chr20:57484421 соответственно с помощью программы VCFtools. Координаты соответствуют референсному геному человека hg19.

Детекция соматических мутаций осуществлялась с помощью ПЦР в режиме реального времени (real-time) с использованием технологии TaqMan, «Life Technologies, Inc» (CAST-TaqMan PCR). В исследовании использовались аллель-специфические ДНК-зонды GNAS_27887_mu для детекции R201C (c.601C>T, p. Arg201Cys) и GNAS_27895_mu для детекции R201H (c.602G>A, p. Arg201 His), GNAS_rf («Life Technologies», США). Приготовление реакционных смесей (master-mixеs) проводилось согласно протоколу производителя при увеличенном количестве исследуемой ДНК (рекомендованное производителем количество ДНК для смеси — от 10 до 20 нг, использованное количество ДНК — 50 нг); пробы распределяли на 96-луночной реакционной плашке для real-time-ПЦР-амплификатора StepOnePlus. Условия для амплификации были установлены следующие: 95 °С в течение 10 мин, затем 5 циклов при температуре 92 °C по 15 с каждый, затем 1 мин при температуре 58 °С, 40 циклов по 15 с при температуре 92 °C и затем 1 мин при 60 °C. Флуоресцентный сигнал регистрировался при последнем цикле амплификации и анализировался с помощью приложения Mutation Detector software v. 2.0 («Life Technologies», США) путем определения разницы в пороговых уровнях флуоресценции от проб с мутантной и референсной последовательностями GNAS (dCt = Ct mut — Ct ref). В соответствии с расчетами значения ΔCT, проведенными в экспериментах производителем технологии TaqMan, образец считался содержащим мутацию при ΔCT (дельта порогового цикла) со значением менее 9,96.

Результаты NGS регистрировались и анализировались с помощью программы Torrent Suite (Ion Torrent Suite, «Life Technologies», США), а результаты CAST-TaqMan-PCR — с помощью программы Mutation Detector software v. 2.0 («Life Technologies», США). Эффективность применяемых методик оценивали по количеству положительных результатов в группах, сформированных на основании тяжести заболевания.

В группу пациентов с подозрением на синдром МОБ были включены пациенты с одним классическим признаком этого синдрома — девочки с эпизодами кровотечений при исключенном центральном генезе ППР и пациенты с фиброзной дисплазией в отсутствие других проявлений.

У пациентов с синдромом МОБ определяли тяжесть заболевания в зависимости от проявлений. Было применено два подхода для разделения пациентов на группы. Один из них основывался на тяжести проявлений, второй — на количестве имевшихся проявлений.

Степень тяжести определяли по специально разработанной шкале. Каждый признак оценивался в баллах от 1 до 5. Тяжелая степень устанавливалась при общей сумме баллов — 15 и более, средняя степень тяжести — 5—15 баллов, легкая степень — менее 5 баллов (табл. 1).

Таблица 1. Критерии тяжести течения синдрома МОБ

При делении в зависимости от количества проявлений были сформированы три группы: А — пациенты с классической триадой и гиперфункцией более чем одной эндокринной железы или дополнительным поражением других органов (с участием Gas — тахикардия при исключенном тиреотоксикозе); В — пациенты с классической триадой, включающей поражение одного эндокринного органа; С — пациенты с двумя признаками синдрома МОБ.

У всех пациентов или их законных представителей было получено информированное согласие на участие в исследовании и публикации его результатов. Этическая экспертиза проведена в локальном этическом комитете ФГБУ «Эндокринологический научный центр». Протокол ЛЭК от 22.10.14 г.

Размер выборки предварительно не рассчитывался. Статистическая обработка полученных данных проводилась с использованием пакета статистических программ Statistica 10. Для обобщения и сравнения данных, полученных в рамках выборочного исследования, использовались методы описательной непараметрической статистики.

Результаты

Обследованы 39 пациентов с синдромом МОБ и 6 детей с диагнозом синдром МОБ, который был под сомнением (всего 10 мальчиков, 35 девочек). Мутации в гене GNAS R201C и R201H найдены у 16 (41%) из 39 пациентов с синдромом МОБ. Мутация R201H при применении метода CAST-TaqMan-real time PCR была выявлена у 11 пациентов с синдромом МОБ и подтверждена методом NGS у 6 пациентов; мутация R201С была выявлена у 6 пациентов обоими методами. У всех детей с подозрением на синдром МОБ мутации выявлены не были. Результаты молекулярно-генетического исследования представлены в табл. 2.

Таблица 2. Результаты молекулярно-генетического исследования

Клинические проявления синдрома у пациентов варьировали от легких форм до выраженных мультикомпонентных состояний тяжелого течения.

При оценке частоты выявляемости мутаций по группам было установлено, что с помощью примененных методов молекулярно-генетического анализа мутации R201H и R201C в GNAS выявлялись практически у всех пациентов с тяжелым течением (88%) и более чем у половины пациентов со средней тяжестью течения (53%). При разделении пациентов на группы в зависимости от количества имеющихся проявлений не было получено значительной разницы между группами А и В: 64% мутаций найдено у пациентов с мультигормональной гиперфункцией, в 50% случаев выявлены мутации у пациентов с классической триадой. Данные о результатах исследования среди разных групп пациентов представлены в табл. 3 и 4.

Таблица 3. Количественные данные о пациентах с проведенным молекулярно-генетическим исследованием, разделенных на группы по степени тяжести

Таблица 4. Количественные данные о пациентах с проведенным молекулярно-генетическим исследованием, разделенных по группам в зависимости от количества имеющихся проявлений

Обсуждение

Активация G-белка, происходящая в норме при связывании лиганда с рецептором, ведет к замене гуанозиндифосфата (ГТФ) в комплексе G-белка βγα_s-ГДФ на ГТФ. Комплекс Gas-ГТФ запускает каскад внутриклеточного сигнала от рецептора к ядру клетки. После активации следующего звена каскада (аденилатциклазы) Gαs-ГТФ вновь заменяется на неактивный комплекс βγα_s-ГДФ, причем ферментом, обладающим ГТФ-азной активностью, является сама субъединица Gαs [10]. C. Landis и соавт. [11] впервые показали, что замена аргинина на цистеин или гистидин в позиции 201 GNAS ведет к потере этой ГТФазной активности. К такому же эффекту приводит замена глицина в 227 положении GNAS на лейцин, аргинин, лизин или гистидин, хотя она описана только при изолированных вариантах фиброзной дисплазии [12—14]. В результате возникает конститутивная активация Gas с неконтролируемым образованием внутриклеточного цАМФ, проявляющаяся автономной гиперфункцией органов-мишеней.

Определение соматических мутаций GNAS в образцах пораженных органов у пациентов с синдромом МОБ ведется уже более 25 лет [15]. За эти годы были установлены «горячие точки» в последовательности GNAS, обусловливающие синдром МОБ, и появилась возможность использования молекулярно-генетического исследования для подтверждения диагноза, хотя, по-прежнему, наиболее достоверным материалом для исследования остаются фрагменты пораженных тканей, где детекция мутаций не представляет затруднений в силу большой концентрации мутантных аллелей. В течение последних 10 лет разрабатываются методы, позволяющие выявлять мутации в GNAS при исследовании ДНК периферической крови. Один из первых таких методов был разработан G. Candeliere и соавт. [16], он заключался в проведении гнездовой ПЦР с использованием специфических эндонуклеаз, препятствующих амплификации с аллелей дикого типа.

В нашем исследовании были использованы технологии, успешно применяющиеся для детекции соматических мутаций при злокачественных образованиях. Новые технологии усовершенствовали метод Сэнгера, позволив секвенировать одновременно тысячи молекул ДНК и тем самым сделать доступным детекцию мутаций при малой концентрации мутантных аллелей в образце. Существуют данные об эффективном применении NGS для детекции мутаций по ДНК периферической крови у пациентов с синдромом МОБ на небольших группах пациентов [17]. Аллельспецифическое секвенирование с применением технологий TaqMan, препятствуя амплификации аллелей дикого типа и обеспечивая увеличение копий только мутантных аллелей, также позволяет выявлять мутации при их низкой концентрации в образце, что позволило включить в эксперимент и этот метод.

Мы оценивали возможность применения метода для диагностики синдрома МОБ в сомнительных случаях, когда критериев для постановки диагноза недостаточно. Поэтому представлял интерес анализ выявляемости мутаций по группам в зависимости от тяжести течения заболевания. С этой целью была разработана балльная система оценки тяжести состояния, учитывающая все проявления синдрома. Полученные результаты свидетельствуют об эффективности примененных методов в случаях тяжелого течения у 7 (88%) из 8, когда имеется не просто мультикомпонентность, но интенсивная гиперфункция эндокринных желез, приводящая к инвалидизации пациента, либо имеет место высокий риск жизнеугрожающих осложнений. Очевидно, что мутации были выявлены у пациентов с достаточно высоким содержанием мутантных аллелей в образцах ДНК периферической крови, причем их содержание не зависело от числа вовлеченных в процесс органов. Этому соответствуют результаты проведенного исследования: у 9 (64%) из 14 выявляемости среди пациентов с мультиэндокринными формами в составе триады, у 7 (50%) из 14 среди пациентов с моноэндокринной гиперфункцией в составе триады, а также данные S. Narumi и соавт. [17] об отсутствии связи между количеством имеющихся признаков синдрома МОБ и частотой выявляемости мутаций.

Несмотря на принципиальную эффективность примененных методов, необходимо дальнейшее их совершенствование для улучшения результатов детекции соматических мутаций. При проведении NGS повысить чувствительность метода способно использование пептид-нуклеиновых кислот (PNA), препятствующих амплификации с аллелей дикого типа, хотя в целом порог чувствительности повышается незначительно: наименьший процент содержания мутантных аллелей в образце для NGS — 0,03%, тогда как для NGS-PNA — 0,01% [17]. Повысить эффективность аллель-специфического TaqMan PCR при детекции мутаций у пациентов с синдромом МОБ может комбинация с COLD-ПЦР (co-amplification at lower denaturation temperature-PCR), при которой селективная амплификация мутантных аллелей становится возможной за счет денатурации при более низкой температуре [18]. Методы различаются в подходах, в типе используемой ПЦР, но в целом все технологии по детекции соматических мутаций в образцах с низким содержанием мутантных аллелей основаны на принципе подавления амплификации с аллелей дикого типа и увеличения мутантных копий. Только в этом случае выявление мутации может быть успешным.

Заключение

Молекулярно-генетическая верификация соматических мутаций при исследовании ДНК периферической крови затруднительна в силу низкой концентрации мутантных аллелей вне пораженных органов. Тестирование различных методов на больших группах пациентов позволяет прогнозировать их полезность в качестве вспомогательного диагностического инструмента. Использованные ранее методы свидетельствуют об эффективности в 70—100%, однако исследования отличались малой выборкой пациентов (до 16 образцов ДНК периферической крови) [9, 16, 17]. Наше исследование выполнено на большей группе пациентов, и эффективность методов детекции оценивали в зависимости от тяжести течения и количества признаков заболевания. Методы высокопроизводительного параллельного секвенирования (Next generation sequencing — NGS) и ПЦР-real-time с использованием технологии детекции соматических мутаций TaqMan (CAST-PCR) позволяют обнаруживать наличие мутантных аллелей R201C и R201H GNAS в образцах ДНК, полученной из крови, в случае тяжелого и средней тяжести синдрома МОБ. Однако эти методы не могут быть рекомендованы для диагностики синдрома МОБ по образцам периферической крови у детей со стертыми проявлениями и подозрением на этот диагноз. Требуется дальнейшее изучение возможностей повышения чувствительности детекции соматических мутаций по образцам ДНК периферической крови.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Источник финансирования. Исследование выполнено при финансовой поддержке фонда «КАФ».

Конфликт интересов. Исследование является частью диссертационной работы. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Участие авторов:

Концепция и дизайн исследования — Н.В. Маказан, Е.М. Орлова, М.А. Карева, В.А. Петеркова, А.Н. Тюльпаков.

Разработка шкалы оценки тяжести течения болезни — Н.В. Маказан.

Предоставление материалов исследования — Н.В. Маказан, Е.М. Орлова, М.А. Карева, Н.Ю. Калинченко, А.А. Колодкина.

Сбор материалов — Н.В. Маказан.

Проведение молекулярно-генетического исследования — Н.В. Маказан, Е.В. Васильев, А.Н. Тюльпаков.

Анализ полученных данных, написание текста — Н.В. Маказан.

Редакция текста, внесение ценных замечаний — Е.В. Васильев, Е.М. Орлова, Н.Ю. Калинченко, М.А. Карева, А.Н. Тюльпаков, В.А. Петеркова.